Spis treści

Wprowadzenie

Zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych (ZOMR) jest chorobą dotyczącą struktur otaczających mózg i rdzeń kręgowy. Może być wywołane przez bakterie, wirusy, grzyby i inne czynniki. Zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych jest jedną z 10 najczęstszych przyczyn zgonów w przebiegu chorób zakaźnych i jest odpowiedzialne każdego roku za około 135 000 zgonów na całym świecie. Rocznie na świecie notuje się około 1,2 milionów przypadków bakteryjnego ZOMR. 1 W Europie liczba zachorowań wynosi 35 000

rocznie, a śmiertelność ok. 20%. W ostatnich 25 latach obserwuje się zmiany epidemiologii w związku z upowszechnieniem szczepień przeciwko H. influenzae typu B, Neisseria meningitidis i Streptococcus pneumoniae. 2 W Polsce według danych Polskiego Zakładu Higieny zachorowalność na ZOMR o etiologii N. meningitidis w 2013 roku wynosiła 159 przypadków (zapadalność 0,41/100 000 mieszkańców), Streptococcus pneumoniae – 188 zachorowań (zapadalność 0,49/100 000 mieszkańców), Heamophilus influenzae – 9 zachorowań (zapadalność 0,02/100 000 mieszkańców), a o innej etiologii – 729 zachorowań. 3

Przebieg bakteryjnych ZOMR jest z reguły ciężki. Typowe objawy to silne bóle głowy o charakterze pulsującym lub rozpierającym nieodpowiadające na leki przeciwbólowe i przeciwzapalne, nudności i wymioty, gorączka >39°C, objawy oponowe, światłowstręt i przeczulica. Do innych objawów zalicza się: pobudzenie psychoruchowe, zaburzenia świadomości, utratę przytomności, objawy zajęcia dróg piramidowych, niedowłady kończyn i nerwów czaszkowych (głównie VI, III, IV, VII), drgawki, stan padaczkowy, afazję (najczęściej ruchową lub mieszaną), bradykardię. Ponadto mogą wystąpić: niewydolność oddechowa, zespół wykrzepiania wewnątrznaczyniowego (DIC), objawy uogólnionej reakcji zapalnej (SIRS), posocznica. 4 Do czynników zwiększających ryzyko zgonu należą: wiek pacjenta powyżej 60 roku życia, zaburzenia świadomości pojawiające się w chwili hospitalizacji oraz bardzo szybki (w ciągu 24 godzin) rozwój choroby. 5 6 U osób powyżej 65 roku życia najczęstszym patogenem wywołującym ZOMR jest Streptococcus pneumoniae. W tej grupie wiekowej objawy, takie jak gorączka czy sztywność karku są silniej wyrażone. Częściej też występują zaburzenia świadomości i powikłania ZOMR. Zachorowania w tej grupie wiekowej częściej też prowadzą do zgonu. 7

U pacjentów z ZOMR często występują powikłania neurologiczne, a po zakończeniu choroby trwałe następstwa, np. upośledzenie słuchu, ubytkowe objawy neurologiczne, wodogłowie, padaczka, a także zaburzenia psychiczne, uszkodzenie kości i stawów, bliznowacenie skóry w obrębie zmian nekrotycznych oraz niewydolność nerek.

Pod względem etiologii bakteryjne ZOMR można podzielić na dwie grupy:

  • zapalenia ropne, które najczęściej są wywoływane przez bakterie wytwarzające polisacharydową otoczkę i namnażające się pozakomórkowo; odczyn zapalny w tych przypadkach ma charakter granulocytarny, a najczęstsze patogeny to: S. pneumoniae, N. menigitidis, H. influenzae, gronkowce,
  • zapalenia nieropne, za które odpowiadają bakterie namnażające się wewnątrzkomórkowo, a odczyn zapalny jest najczęściej limfocytarny (gruźlicze ZOMR, neuroborelioza oraz zapalenia w przebiegu leptospirozy, kiły, tularemii, brucelozy i erlichiozy).

Rozpoznaniu bakteryjnego ZOMR często towarzyszą trudności diagnostyczne, ponieważ klasyczne objawy zapalenia opon (sztywność karku, zaburzenia świadomości i gorączka) według niektórych autorów występują tylko u <50% chorych. 2

Podstawowym narzędziem diagnostycznym przy podejrzeniu bakteryjnego ZOMR jest badanie płynu mózgowo-rdzeniowego (PMR). W prawidłowym PMR praktycznie nieobecne są leukocyty wielojądrzaste, składowe dopełniacza czy immunoglobuliny. Może on być traktowany jako przestrzeń lokalnej niewydolności immunologicznej organizmu. Migracja leukocytów do PMR zachodzi dopiero w obecności namnażających się bakterii.

Cechy badania ogólnego płynu mózgowo-rdzeniowego w bakteryjnym zapaleniu opon mózgowo-rdzeniowych

Płyn mózgowo-rdzeniowy w bakteryjnym ZOMR jest z reguły mleczno-żółty. W badaniu PMR w typowym bakteryjnym ZOMR stwierdza się cytozę >1000/µl, stężenie białka wynosi od 100 do 500 mg/dl, a stężenie glukozy <40 mg/dl (stosunek stężenia glukozy w PMR do stężenia w surowicy ≤0,4). W rozmazie PMR przeważają neutrofile (zazwyczaj >80%). 8 Limfocytoza w PMR dominuje w wirusowym, gruźliczym, kiłowym i grzybiczym ZOMR, a eozynofile mogą występować w przebiegu wągrzycy mózgu, kiłowym ZOMR lub chorobach alergicznych.

Spanos i wsp. uważają, że bakteryjne ZOMR jest bardzo prawdopodobne (≥99% pewności), gdy spełniony jest jeden z następujących warunków w badaniu PMR: stężenie glukozy <34 mg/dl (1,9 mmol/l), stężenie białka >220 mg/dl, cytoza powyżej 2000/µl lub liczba granulocytów obojętnochłonnych ponad 1180/µl. 9

Fouad i wsp. w grupie 623 chorych z bakteryjnym ZOMR obserwowali różną częstość występowania zaburzeń świadomości, objawów neurologicznych (w tym objawów oponowych: Kerniga i Brudzińskiego), leukocytozy we krwi obwodowej (>10 000/mm 3 ), podwyższonego CRP (>6 mg/dl), wysokiego stężenia białka w PMR (>50 mg/dl), przewagi neutrofilów (≥50% łącznej liczby), niskiego stężenia glukozy w PMR (<45 mg/dl) oraz stosunku stężenia glukozy w PMR i surowicy ≤0,6. Najwyższą czułością diagnostyczną (88%) i swoistością (72%) cechowało się stężenie białka. Autorzy wnioskowali, że wysokie stężenie białka w PMR w połączeniu z obecnością markerów zapalnych w surowicy może ułatwiać rozpoznanie bakteryjnego ZOMR. 10

Oznaczanie stężenia mleczanu w PMR jest użyteczne, ponieważ umożliwia różnicowanie etiologii między bakteryjnymi a wirusowymi zapaleniami opon mózgowo-rdzeniowych. 11 Metaanalizy, które obejmowały 25 (1692 pacjentów) i 31 badań (1885 pacjentów) wykazały, że dokładność diagnostyczna pomiaru stężenia mleczanu w PMR była wyższa niż oznaczanie cytozy oraz stężenia glukozy i białka w różnicowaniu bakteryjnego z aseptycznym ZOMR, przy czym czułość była niższa u pacjentów, którzy byli leczeni antybiotykiem przed wykonaniem punkcji lędźwiowej. Ograniczenie tej metody wynika z faktu, że stężenie mleczanu w PMR może być podwyższone u pacjentów z innymi chorobami OUN. 12 0 14

Niestety nie zawsze wyniki badania ogólnego PMR pozwalają na rozpoznanie bakteryjnego ZOMR. Durand i wsp. w badaniu retrospektywnym wykazali, że u 5% pacjentów (27 z 493) z udokumentowanym bakteryjnym ZOMR cytoza wynosiła <100 komórek/ml, 5 podczas gdy w trzech innych badaniach aż u 10-19% chorych wynik PMR sugerował wirusowe ZOMR. 15 0 17 Na wyniki badania PMR często wpływają inne czynniki, np. wiek, stan układu immunologicznego czy uprzednio zastosowane leczenie. 18

Metody identyfikacji patogenów w płynie mózgowo-rdzeniowym

Jeśli niemożliwy jest transport PMR do laboratorium w czasie 2 godzin od jego pobrania lub gdy badanie mikrobiologiczne nie może być wykonane przez mikrobiologa, pracownicy oddziału, gdzie pobrano PMR, muszą natychmiast wykonać testy lateksowe, wybarwić preparaty mikroskopowe (barwienia metodą Grama, błękitem metylenowym), posiać PMR na podłoża wzrostowe oraz zabezpieczyć do badania z wykorzystaniem łańcuchowej reakcji polimerazy (PCR).

Posiew płynu mózgowo-rdzeniowego

Posiew PMR nadal pozostaje złotym standardem w diagnostyce bakteryjnych ZOMR. 19 W Stanach Zjednoczonych w ponad 85% przypadków uzyskuje się dodatnie wyniki posiewów PMR u chorych nieleczonych antybiotykiem i w ok. 50% w trakcie antybiotykoterapii. W badaniu 875 pacjentów z ZOMR, u których rozpoznanie postawiono na podstawie badania ogólnego PMR (cytoza >1000 komórek/mm 3 oraz >80% komórek wielojądrzastych), wynik posiewu PMR był dodatni w 85% przypadków, w tym u 96% pacjentów, jeśli ZOMR było spowodowane przez H. influenzae, w 87% przypadków zakażenia S. pneumoniae i w 80% przypadków zakażenia N. meningitidis. 20

U pacjentów, którzy otrzymali antybiotyk przed punkcją lędźwiową odsetek dodatnich wyników posiewów PMR jest znacznie niższy. Bohr i wsp. oraz Nigrovic i wsp. obserwowali spadek tego odsetka z 66 do 62% i z 88 do 70%, jeżeli pacjenci byli wstępnie leczeni antybiotykami. 21 Także u pacjentów z meningokokowym ZOMR w badaniu z Wielkiej Brytanii obserwowano zmniejszenie liczby dodatnich wyników posiewów PMR z 19 do 11% po zastosowaniu antybiotyku. 22 W innym badaniu u 21 pacjentów z meningokokowym ZOMR uzyskano dodatnie wyniki posiewów PMR u 9% pacjentów otrzymujących antybiotyk i u 50%, u których nie zastosowano antybiotykoterapii przed nakłuciem. 23

Rutynowo PMR posiewa się na podłoże krwawe, czekoladowe wzbogacone oraz do wzbogaconego bulionu (np. tioglikolanowy czy z wyciągiem mózgowo-sercowym). Jeśli w preparacie bezpośrednim obserwuje się Gram-ujemne pałeczki, które mogą należeć do rodziny Enterobacteriaceae, pozostały PMR można posiać na podłoże MacConkeya i inkubować w temperaturze 35°C i atmosferze 5% CO2. Jeśli natomiast w preparacie bezpośrednim stwierdzono obecność bakterii morfologicznie podobnych do beztlenowców lub gdy wiadomo, że pacjent jest obciążony czynnikami ryzyka zakażenia bakteriami beztlenowymi, należy wykonać posiewy na podłoża umożliwiające wzrost beztlenowców i inkubować PMR w temperaturze 35°C w warunkach beztlenowych. 24

Preparat bezpośredni – barwienie metodą Grama

Jest to prosta, tania i szybka metoda diagnostyczna o czułości 75-90%. 5 17 25 U chorych leczonych antybiotykami przed badaniem PMR czułość obniża się nawet do 9,1%, 26 choć w badaniu Bohra i wsp. czułość barwienia metodą Grama u 481 duńskich pacjentów z ZOMR po zastosowaniu antybiotyku spadła nieznacznie (z 56 do 52%). 20 Także badania w grupie amerykańskich dzieci wykazały nieznaczne obniżenie czułości metody. 21

Czułość zależy od gatunku bakterii i wynosi 90% dla S. pneumoniae i S. aureus, 27 28 86% dla H. influenzae, 29 75% dla N. meningitidis, 50% dla Gram ujemnych pałeczek oraz <50% dla L. monocytogenes i bakterii beztlenowych. 30 Swoistość tej metody w przypadku niektórych bakterii sięga 100%. 4 16 31

Testy lateksowe

Testy lateksowe (latex agglutination, LA) służą do wstępnej diagnostyki bakteryjnego ZOMR, bezpośredniego wykrywania jakościowego w PMR, surowicy lub moczu antygenów następujących bakterii: H. influenzae typu B, S. pneumoniae, N. meningitidis grupy B oraz Escherichia coli K1. Wynik jest dostępny w ciągu 15 minut. 32 Choć cechują się zmienną czułością (78-100% dla H. influenzae typu B, 59-100% dla S. pneumoniae i 22-93% w przypadku meningokokowego ZOMR) powinny być stosowane w diagnostyce. 26 33 34

Dzięki LA można wykazać obecność antygenów bakteryjnych jeszcze po wyjałowieniu PMR, a antygeny H. influenzae, N. meningitidis, S. pneumoniae można wykazać we krwi i PMR do 10 dni od rozpoczęcia antybiotykoterapii. Thirumoorthi i Dajani stwierdzali antygeny H. influenzae typu B w moczu, surowicy i PMR do 3 dni od rozpoczęcia antybiotykoterapii. 35

Zaletą LA jest fakt, że pozwalają one na wykrycie antygenów pochodzących również z martwych komórek bakteryjnych. Metoda polega na reakcji rozpuszczalnych bakteryjnych antygenów polisacharydowych obecnych podczas zakażenia w płynach fizjologicznych (PMR, surowica, mocz) z cząsteczkami lateksu opłaszczonymi swoistymi przeciwciałami. Obecność w materiale swoistych antygenów powoduje powstawanie kompleksu antygen-przeciwciało widocznego w postaci aglutynacji.

Antygeny bakteryjne można wykrywać także w surowicy i moczu, ponieważ rozpuszczalne polisacharydy błony komórkowej bakterii przechodzą przez komórki śródbłonka kapilarów i są wydzielane do moczu. W związku z tym mocz może być alternatywnym do PMR materiałem diagnostycznym. 36 Surowica jest gorszym materiałem do badania, ponieważ antygeny polisacharydowe mogą łączyć się z przeciwciałami i innymi białkami surowicy, mogą być metabolizowane lub usuwane przez limfocyty. 37

Ograniczeniem LA są niespecyficzne reakcje krzyżowe, np. z czynnikiem reumatoidalnym, zhemolizowanymi erytrocytami czy białkiem obecnym w badanym materiale. Ponadto ograniczenia mogą wynikać z niskiego stężenia antygenów w badanym materiale. Użycie pepsyny, białka A i EDTA zmniejsza częstość reakcji niespecyficznych, ale wymaga podgrzewania próbek przez 5-15 minut. Podgrzewanie uwalnia antygeny bakteryjne już związane z białkami PMR. Niestety antygen N. meningitidis jest wrażliwy na ciepło i nie można go wykazać testami LA, jeśli próbka została podgrzana do 100˚C. 38 39 Opisano także krzyżowe reakcje między reagentem LA H. influenzae a S. pneumoniae, N. meningitidis typu C, S. aureus i E. coli. 40

Uzyskanie negatywnego wyniku testu w kierunku swoistego antygenu bakteryjnego nie wyklucza rozpoznania bakteryjnego ZOMR.

Metoda PCR

Testy amplifikacji kwasów nukleinowych, takie jak reakcja łańcuchowa polimerazy (PCR), są także przydatne w diagnostyce bakteryjnego ZOMR. 41 Tzanakaki i wsp. oceniali przydatność multipleksowego PCR do wykrywania bakterii N. meningitidis, S. pneumoniae i H. influenzae typu B, który cechował się całkowitą selektywnością. Zarówno dodatnia, jak i ujemna wartość predykcyjna wynosiły >99%. 42 Czułość i swoistość metody PCR w diagnostyce ZOMR o etiologii S. pneumoniae waha się od 92 do 100%. 43

Zaletą metod opartych na PCR jest możliwość uzyskania wyników dodatnich nawet do 72 godzin od wdrożenia antybiotykoterapii, ponieważ wykrywany jest także materiał pochodzący z zabitych komórek bakterii. Metoda PCR sprawdza się także wtedy, gdy do badań pobrano bardzo małą ilość materiału klinicznego, z czym często mamy do czynienia u dzieci. Jeśli w pracowni nie jest możliwe szybkie wykonanie takiego badania, to materiał kliniczny należy po pobraniu zabezpieczyć i zbadać później na miejscu lub wysłać do ośrodka, który takie badania wykonuje. W Polsce jest to Krajowy Ośrodek Referencyjny ds. Diagnostyki Zakażeń Ośrodkowego Układu Nerwowego (KOROUN). 44

W KOROUN stosuje się metodę PCR do potwierdzania etiologii bakteryjnej ZOMR wywoływanych przez najczęstsze czynniki etiologiczne: N. meningitidis, S. pneumoniae, H. influenzae, L. monocytogenes, S. agalactiae i E. coli. Dla szczepów otoczkowych H. influenzae, oprócz identyfikacji gatunku, istnieje również możliwość określania typów serologicznych, a w przypadku N. meningitidis najczęstszych grup serologicznych – A, B, C, Y i W-135. Dla pneumokoków możliwa jest identyfikacja gatunku i wybranych typów serologicznych. Materiałem klinicznym przydatnym w diagnostyce molekularnej są: pełna krew, surowica, PMR i materiał pobrany post mortem (krew z komór serca, wycinki śledziony, nerki, płuc, wątroby i fragmenty zmienionej krwotocznie skóry [wybroczyny]). Wymagana minimalna objętość PMR do badania PCR to 200 μl. 45

Istnieją także doniesienia o przydatności oznaczania genu rmpM Neisseria meningitidis bezpośrednio w PMR z zastosowaniem swoistych starterów. Amplikon o wielkości 308 bp genu rmpM nie wykazuje homologii z innymi organizmami i może być stosowany jako marker genetyczny bakteryjnego ZOMR o etiologii Neisseria meningitidis. 46

Badanie immunologiczne

W przypadku neuroboreliozy zastosowanie znajdują metody oceniające wewnątrzoponową syntezę przeciwciał przeciwko B. burgdorferi przy zastosowaniu testów Western blot do badania płynu mózgowo-rdzeniowego i testów typu immunoblot. 47

Typowanie serologiczne jest jedną z metod diagnostycznych, które w przypadku wielu gatunków bakteryjnych utraciło swoją dawną pozycję na rzecz nowszych, szybszych, bardziej powtarzalnych i rozdzielczych metod genetycznych. Krajowy Ośrodek Referencyjny w Warszawie typuje serologicznie szczepy N. meningitidis metodą ELISA. 44 Obecnie metodą aglutynacji szkiełkowej za pomocą specyficznych surowic określa się typy serologiczne H. influenzae (A-F). Serotypy S. pneumoniae określa się w reakcji pęcznienia otoczek. Ze względu na wymaganą dużą liczbę próbek (ponad 90 serotypów) typowanie to wykonuje się w niewielu ośrodkach na świecie. 44

Badanie pęcznienia otoczek (reakcja Quellunga)

Jest to metoda rzadko używana, przydatna jedynie dla szczepów posiadających otoczki (np. S. pneumoniae, N. meningitidis, otoczkowe H. influenzae). W badaniu tym kompleks antygen-przeciwciało na powierzchni bakterii powoduje zmiany jej otoczki, co widać pod mikroskopem. Otoczka staje się przezroczysta i spęczniała. Metoda ta wymaga dużego stężenia przeciwciał i doświadczonego personelu. Może służyć do identyfikacji gatunku, ale przede wszystkim jest wciąż metodą referencyjną w serotypowaniu pneumokoków. 48

Analiza polimorfizmu długości fragmentów restrykcyjnych genomowego DNA z wykorzystaniem elektroforezy pulsacyjnej

Analiza polimorfizmu długości fragmentów restrykcyjnych genomowego DNA z wykorzystaniem elektroforezy pulsacyjnej (PFGE) jest jedną z metod najczęściej wykorzystywanych w typowaniu epidemiologicznym, a jej głównymi zaletami są wysoka rozdzielczość, powtarzalność, możliwość oceny pokrewieństwa między szczepami oraz porównywania wyników między różnymi ośrodkami. Otrzymane wzory PFGE porównuje się i określa ich typy zgodnie z kryteriami zaproponowanymi przez Tenovera i wsp. Szczepy uznaje się za blisko spokrewnione, jeśli między wzorami występuje różnica najwyżej trzech prążków, zalicza się je wówczas do tego samego podtypu. 49 50

Sekwencjonowanie MLST

Metoda MLST (multilocus sequence typing) stosowana jest do typowania wielu gatunków bakterii zarówno Gram-dodatnich, jak i Gram-ujemnych. Została opracowana na bazie stosowanej na szeroką skalę metody typowania MLEE (multilocus enzyme electrophoresis). W metodzie tej w miejsce badania ruchliwości elektroforetycznej izoenzymów cytoplazmatycznych wykonuje się sekwencjonowanie wewnętrznych fragmentów genów, które kodują te enzymy. Dzięki stworzeniu internetowej międzynarodowej bazy danych MLST metoda ta umożliwia nie tylko porównywanie izolatów między sobą, ale także charakterystykę szczepów szczególnie niebezpiecznych o zasięgu międzynarodowym oraz monitorowanie epidemiologiczne. Metodę tę cechuje wysoka czułość i powtarzalność, ale jej stosowanie jest wciąż ograniczone, wymaga bowiem wykwalifikowanego personelu i bardzo kosztownego sprzętu. 51 0 53

Sekwencjonowanie wybranych genów

W typowaniu izolatów opartym na sekwencjonowaniu DNA obok techniki MLST coraz częściej wykorzystywane są dodatkowo sekwencje nukleotydowe różnych genów kodujących czynniki zjadliwości czy inne ważne białka badanych patogenów bakteryjnych. 54

Inne metody diagnostyczne bakteryjnych ZOMR

W ostatnich latach pojawia się coraz więcej doniesień na temat przydatności oznaczania różnych cząsteczek w diagnozowaniu bakteryjnych ZOMR. Jedną z nich jest opisana przez Guiddir i wsp. lipokaina 2, której stężenie było istotnie wyższe u chorych z bakteryjnym ZOMR (średnio 125 pg/ml, zakres 106-145 pg/ml) niż u pacjentów z wirusowym ZOMR (średnio 2 pg/ml, zakres 0-6 pg/ml). Podwyższone stężenie lipokainy 2 wykazywało 81% czułość, 93% swoistość, 96% dodatnią wartością predykcyjną i 71% ujemną wartością predykcyjną. 55 Obserwacje te zostały także potwierdzone w innych badaniach. 56

Lv i wsp. wnioskują, że TNF-α w PMR może być przydatny do różnicowania ZOMR bakteryjnych z wirusowymi (czułość 83%, swoistość 92%). 57 Natomiast Takahashi i wsp. opisują przydatność oznaczania interleukiny 6 w PMR w różnicowaniu bakteryjnych i innych ZOMR. 58 Konstantinidis i wsp. oraz Ray i wsp. wykazali, że oznaczanie prokalcytoniny w PMR i w surowicy może być dobrym markerem bakteryjnego ZOMR. 59 60

Podsumowanie

Mimo możliwości leczenia bakteryjnych ZOMR antybiotykami, nadal cechują się one znaczną zachorowalnością i śmiertelnością zarówno w krajach wysoko, jak i nisko rozwiniętych. W szczególnie trudnej sytuacji są lekarze, którzy jako pierwsi stykają się z pacjentem z podejrzeniem ZOMR. Badanie fizykalne często nie jest wystarczające, a podstawową metodą diagnostyczną pozostaje badanie PMR. Żadna z dostępnych metod identyfikujących patogeny wywołujące ZOMR nie jest w 100% swoista ani czuła, ale wykorzystanie kilku metod znacznie zwiększa prawdopodobieństwo znalezienia czynnika etiologicznego, co powinno przełożyć się na skuteczniejsze leczenie i mniejsze ryzyko powikłań.

Piśmiennictwo
  1. 1. Scheld WM, Koedel U, Nathan B, Pfister HW. Pathophysiology of bacterial meningitis: mechanism(s) of neuronal injury. J Infect Dis 2002; 186 Suppl 2: S225.
  2. 2. Brouwer MC, van de Beek D. Bacterial meningitis.Ned Trijdschr Tandheelkd 2012; 119(5): 238-42.
  3. 3. PZH, http://www.pzh.gov.pl/oldpage/epimeld/2013/INF_13_12B.pdf z dn.09.06.2014
  4. 4. van de Beek D, de Gans J, Spanjaard L, et al. Clinical features and prognostic factors in adults with bacterial meningitis. N Engl J Med 2004; 351: 1849.
  5. 5. Durand ML, Calderwood SB, Weber DJ, et al. Acute bacterial meningitis in adults. A review of 493 episodes. N Engl J Med 1993; 328(1): 21-28.
  6. 6. van Deuren M, Brandtzaeg P, van der Meer JW. Update on meningococcal disease with emphasis on pathogenesis and clinical management. Clin Microbiol Rev 2000; 13(1): 144-166.
  7. 7. Wesfelt M, van de Beek D, Spanjaard L, et al. Community-acquired bacterial meningitis in older people. J Am Geriatr Soc 2006; 54(10):1500-1507.
  8. 8. van de Beek D, de Gans J, Tunkel AR, Wijdicks EF. Community-acquired bacterial meningitis in adults. N Engl J Med 2006; 354:44-53.
  9. 9. Spanos A, Harrell FE Jr, Durack DT. Differential diagnosis of acute meningitis. An analysis of the predictive value of initial observations. JAMA 1989; 262(19):2700.
  10. 10. Fouad R, Khairy M, Fathalah W, et al. Role of Clinical Presentations and Routine CSF Analysis in the Rapid Diagnosis of Acute Bacterial Meningitis in Cases of Negative Gram Stained Smears. J Trop Med 2014; 2014: 213762.
  11. 11. Huy NT, Thao NT, Diep DT, et al. Cerebrospinal fluid lactate concentration to distinguish bacterial from aseptic meningitis: a systemic review and meta-analysis. Crit Care 2010; 14(6): 240.
  12. 12. Sakushima K, Hayashino Y, Kawaguchi T, et al. Diagnostic accuracy of cerebrospinal fluid lactate for differentiating bacterial meningitis from aseptic meningitis: a meta-analysis. J Infect 2011; 62:255.
  13. 13. Tunkel AR. Approach to the Patient with Central Nervous System Infection. [In:] Principles and Practice of Infectious Diseases, 7th edition. Mandell GL, Bennett JE, Dolin R (eds.). Churchill Livingstone Elsevier, Philadelphia 2010.
  14. 14. Public Health Laboratory Service Meningococcus Forum. Guidelines for public health management of meningococcal disease in the UK. Commun Dis and Public Health 2002; 5: 187-204.
  15. 15. Sigurdardottir B, Bjornsson OM, Jonsdottir KE, et al. Acute bacterial meningitis in adults. A 20-year overview. Arch Intern Med 1997; 157: 425-30.
  16. 16. Pizon AF, Bonner MR, Wang HE, Kaplan RM. Ten years of clinical experience with adult meningitis at an urban academic medical centre. J Emerg Med 2006; 30: 367-70.
  17. 17. Hussein AS, Shafran SD. Acute bacterial meningitis in adults. A 12-year review. Medicine (Baltimore) 2000; 79: 360–68.
  18. 18. Brouwer MC, Thwaites GE, Tunkel AR, van de Beek D. Dilemmas in the diagnosis of acute community-acquired bacterial meningitis. Lancet 2012; 380(9854): 1684-1692.
  19. 19. Fasola E, Ferrieri P. Laboratory diagnostic methods for central nervous system infections. Neurosurg Clin N Am 1992; 3(2):279-290.
  20. 20. Bohr V, Rasmussen N, Hansen B, et al. 875 cases of bacterial meningitis: diagnostic procedures and the impact of preadmission antibiotic therapy. Part III of a three-part series. J Infect 1983; 7:193-202.
  21. 21. Nigrovic LE, Malley R, Macias CG, et al. Effect of antibiotic pre-treatment on cerebrospinal fluid profiles of children with bacterial meningitis. Pediatrics 2008; 122:726-730.
  22. 22. Ragunathan L, Ramsay M, Borrow R, et al. Clinical features, laboratory findings and management of meningococcal meningitis in England and Wales: report of a 1997 survey. Meningococcal meningitis: 1997 survey report. J Infect 2000; 40:74-79.
  23. 23. Bronska E, Kalmusova J, Dzupova O, et al. Dynamics of PCR-based diagnosis in patients with invasive meningococcal disease. Clin Microbiol Infect 2006; 12:137-141.
  24. 24. Baron EJ, Finegold SM. Bailey and Scott’s diagnostic microbiology, 8th Edition, p. 212-222. The C. V. Mosby Co., St. Louis 1990.
  25. 25. Elmore JG, Horwitz RI, Quagliarello VJ. Acute meningitis with negative Gram’s stain: clinical and management outcomes in 171 episodes. Am J Med 1996; 100:78-84.
  26. 26. Shameem S, Vinod Kumar CS, Neelagund YF. Bacterial meningitis: rapid diagnosis and microbial profile: a multicentered study. J Commun Dis 2008; 40(2):111-20.
  27. 27. Weisfelt M, van de Beek D, Spanjaard L, et al. Clinical features, complications, and outcome in adults with pneumococcal meningitis: a prospective case series. Lancet Neurol 2006; 5: 123-29.
  28. 28. Ostergaard C, Konradsen HB, Samuelsson S. Clinical presentation and prognostic factors of Streptococcus pneumoniae meningitis according to the focus of infection. BMC Infect Dis 2005; 5:93.
  29. 29. Brouwer MC, van de Beek D, Heckenberg SG, et al. Community-acquired Haemophilus influenzae meningitis in adults. Clin Microbiol Infect 2007; 13: 439-442.
  30. 30. Greenlee JE. Approach to diagnosis of meningitis. Cerebrospinal fluid evaluation. Infect Dis Clin N Am 1990; 4: 583-597.
  31. 31. Zunt JR, Marra CM. Cerebrospinal fluid testing for the diagnosis of central nervous system infection. Neurol Clin 1999; 17: 675–89.
  32. 32. Tunkel AR, Hartman BJ, Kaplan SL, et al. Practice guidelines for the management of bacterial meningitis. Clin Infect Dis 2004; 39:1267-1284.
  33. 33. Camargos PA, Almeida MS, Cardoso I, et al. Latex particle agglutination test in the diagnosis of Haemophilus influenzae type B, Streptococcus pneumoniae and Neisseria meningitidis A and C meningitis in infants and children. J Clin Epidemiol 1995; 48(10):1245-1250.
  34. 34. Carbonnelle E. Laboratory diagnosis of bacterial meningitis: usefulness of various tests for the determination of the etiological agent. Med Mal Infect 2009; 39(7-8):581-605.
  35. 35. Thirumoorthi MC, Dajani AS. Comparison of staphylococcal coagglutination, latex agglutination, and counterimmunoelectrophoresis for bacterial antigen detection. J Clin Microbiol 1979; 9(1): 28-32.
  36. 36. Clarke SC, Reid J, Thom L, Edwards GF. Confirmation of meningococcal disease by urinary antigen testing. Clin Microbiol Infect 2001; 7:565-567.
  37. 37. Rench MA, Metzger TG, Baker CJ. Detection of group B. streptococcal antigen in body fluids by a latex- coupled monoclonal antibody assay. J Clin Microbiol 1984; 20:852–854.
  38. 38. Smith LP, Hunter KW, Hemming VG, Fischer GW. Improved detection of bacterial antigens by latex agglutination after rapid extraction from body fluids. J Clin Microbiol 1984; 20: 981-984.
  39. 39. Whittle HC, Egler LJ, Tugwell P, Greenwood BM. Rapid bacteriological diagnosis of pyogenic meningitis by latex agglutination. Lancet 1974; ii: 619-621.
  40. 40. Williams RG, Hart CA. Rapid identification of bacterial antigen in blood cultures and cerebrospinal fluid. J Clin Pathol 1988; 41: 691-693.
  41. 41. Ao D, Wei L, Hui-Hui G, et al. Rapid Diagnosis and Discrimination of Bacterial Meningitis in Children Using Gram Probe Real-Time Polymerase Chain Reaction. Clin Pediatr (Phila) 2014; 1.
  42. 42. Tzanakaki G, Tsopanomichalou M, Kesanopoulos K, et al. Simultaneous single-tube PCR assay for the detection of Neisseria meningitidis, Haemophilus influenzae type b and Streptococcus pneumoniae. Clin Microbiol Infect 2005; 11: 386.
  43. 43. Werno AM, Murdoch DR. Medical microbiology: laboratory diagnosis of invasive pneumococcal disease. Clin Infect Dis 2008; 46: 926.
  44. 44. Albrecht P, Hryniewicz W, Kuch A, et al. Rekomendacje postępowania w zakażeniach bakteryjnych ośrodkowego układu nerwowego. http://www.koroun.edu.pl z dn. 20.06.2014.
  45. 45. Skoczyńska A, Kadłubowski M, Hryniewicz W. Polymerase chain reaction as a useful tool in diagnosis of meningococcal disease. Adv Clin Exp Med 2004; 13: 93-97.
  46. 46. Dash SK, Sharma M, Khare S, Kumar A. rmpM gene as a genetic marker for human bacterial meningitis. Cell Mol Biol 2012; 58(1): 26-30.
  47. 47. Stanek G, Lusa L, Ogrinc K, et al. Intrathecally produced IgG and IgM antibodies to recombinant VlsE, VlsE peptide, recombinant OspC and whole cell extracts in the diagnosis of Lyme neuroborreliosis. Med Microbiol Immunol 2014; 203(2): 125-132.
  48. 48. Konior R, Skoczyńska A, Bojarska K, et al. Inwazyjna choroba pneumokokowa w Małopolsce w latach 2000-2008. Czy wprowadzenie powszechnych szczepień z zastosowaniem skoniugowanej szczepionki pneumokokowej jest zasadne? Medycyna Wieku Rozwojowego 2009; 4: 317-323.
  49. 49. Singh A, Goering RV, Simjee S, et al. Application of molecular techniques to the study of hospital infection. Clinical Microbiology Reviews 2006; 19: 512-530.
  50. 50. Tenover FC, Arbeit RD, Goering RV, et al. Interpreting chromosomal DNA restriction patterns produced by pulsed-field gel electrophoresis: criteria for bacterial strain typing. Journal of Clinical Microbiology 1995; 33: 2233-2239.
  51. 51. Maiden MC, Bygraves JA, Feil E, et al. Multilocus sequence typing: a portable approach to the identification of clones within populations of pathogenic microorganisms. Proc Natl Acad Sci USA 1998; 95: 3140–3145.
  52. 52. Jolley KA, Brehony C, Maiden MC. Molecular typing of meningococci: recommendations for target choice and nomenclature. FEMS Microbiol Rev 2007; 31: 89-96.
  53. 53. Skoczyńska A, Waśko I, Kuch A, et al. Participants of a laboratory-based surveillance of community acquired invasive bacterial infections (BINet). A decade of invasive meningococcal disease surveillance in Poland. PLoS One 2013; 20; 8(8): e71943.
  54. 54. Urwin R. Nucleotide sequencing of antigen genes of Neisseria meningitides. [In:] Methods in Molecular Medicine, vol. Meningococcal Disease: Methods and Protocols. Maiden MCJ and Pollard AJ (ed.). Humana Press Inc., Totowa, New Jersey 2001, p. 157-167.
  55. 55. Guiddir T, Deghmane AE, Giorgini D, Taha MK. Lipocalin 2 in cerebrospinal fluid as a marker of acute bacterial meningitis. BMC Infect Dis 2014; 14(1): 276.
  56. 56. Lippi G, Avanzini P, Calzetti C, et al. The role of neutrophil gelatinase-associated lipocalin (NGAL) in cerebrospinal fluids for screening of acutebacterial meningitis. Clin Lab 2014; 60(3): 377-381.
  57. 57. Lv S, Zhao J, Zhang J, et al. Tumor necrosis factor α level in cerebrospinal fluid for bacterial and aseptic meningitis: a diagnostic meta-analysis. Eur J Neurol 2014; 8. doi: 10.1111/ene.12441.
  58. 58. Takahashi W, Nakada TA, Abe R, et al. Usefulness of interleukin 6 levels in the cerebrospinal fluid for the diagnosis of bacterial meningitis. J Crit Care 2014; 5. pii: S0883-9441(14)00076-8.
  59. 59. Konstantinidis T, Cassimos D, Gioka T, et al. Can Procalcitonin in Cerebrospinal Fluid be a Diagnostic Tool for Meningitis? J Clin Lab Anal 2014; 5. doi: 10.1002/jcla.21746.
  60. 60. Ray P, Badarou-Acossi G, Viallon A, et al. Accuracy of the cerebrospinal fluid results to differentiate bacterial from non bacterial meningitis, in case of negative gram-stained smear. Am J Emerg Med 2007; 25(2): 179-184.

Następny artykuł:

Wstęp

dr n. med. Anna Moniuszko
dr n. med. Anna Moniuszko
Sławomir Pancewicz
Facebook Podziel się LinkedIn Dodaj do Linkedin Wyślij mailem Wyślij mailem
Ulubione Dodaj do ulubionych